Tuberculosis

TUBERCULOSIS

MORFOLOGIA

Mycobacterium tuberculosis, es una especie bacteriana que pertenece a la familia Mycobacteriaceae y al género Mycobacterium; es un bacilo ligeramente curvo o recto, intracelular obligado, aerobio, inmóvil con dimensiones de 1-4 x 0.3 x 0.6 µm. Con carencia de actividad catalasa, capacidad de acumular niacina y reducir los nitratos a nitritos.Su pared celular es muy rica en lípidos lo cual determina sus características propias como: hidrofobia, que es la tendencia que muestran las células a adherirse unas con otras durante su crecimiento en medios acuosos, y por ello a flotar en la superficie; resistencia a la acción de ácidos y álcalis; tiempo de generación, y resistencia a la acción bactericida de los anticuerpos fijadores de complemento.

MODO DE TRANSMICION

La transmisión de la tuberculosis sólo puede realizarse por personas que tengan activa la enfermedad. La TBC se transmite a través de partículas expelidas por el paciente bacilífero (con TBC activa) con la tos, estornudo, hablando, cantando, escupida,etc... por lo que se recomienda no tener contacto con terceras personas. Las gotas infecciosas (flügge's o droplets) son de un diámetro entre 0,5 a 5 µm, pudiéndose producir alrededor de 400.000 con un solo estornudo

PATOLOGIA

La tuberculosis constituye un paradigma de la interacción de un agente exógeno y la respuesta inmunitaria del huésped. La Organización Mundial de la Salud estima 2.000 millones de infectados por el M. tuberculosis y 8 millones de nuevos infectados cada año, venciendo la batalla en la mayoría de las ocasiones. Sin embargo, mueren casi 2 millones de personas al año por causa de esta enfermedad.

Infeccion tuberculosa latente : la infección por M. tuberculosis suele realizarse por vía aérea. De esta manera, el bacilo es fagocitado por los macrófagos alveolares. En un 30% de los casos, estos macrófagos son incapaces de destruirlo. Entonces se genera la infección, que se caracteriza por el crecimiento en el interior del fagosoma de los macrófagos infectados. Ello es debido a que el bacilo es capaz de frenar la unión fago-lisosoma. Histopatológicamente, en el foco de infección se genera un granuloma, que se caracteriza por la presencia de tejido necrótico intragranulomatoso y que se estructura finalmente con la adquisición de la inmunidad. Con la inmunidad, los macrófagos infectados pueden activarse y destruir el bacilo, de manera que se controla la concentración de este.

Entonces empieza la infección latente, caracterizada por la presencia de respuesta inmune específica, control de la concentración bacilar, pero con la presencia de bacilos latentes (en estado estacionario) en el tejido necrótico. A medida que los macrófagos van drenando este tejido, los bacilos latentes se confunden con esta necrosis y son drenados hacia el espacio alveolar, dónde pueden reactivar su crecimiento de nuevo. De esta manera se mantiene la infección durante años.

TINCION DE BAAR

La tinción de Ziehl-Neelsen (BAAR) es una técnica de tinción diferencial rápida y económica, usada para la identificación de microorganismos patógenos, como M. tuberculosis o el género Apicomplexa (coccidios intestinales) entre otros.Fue descrita por primera vez por dos médicos alemanes: Franz Ziehl, un bacteriólogo, y Friedrich Neelsen, un patólogo.

Las paredes celulares de ciertas bacterias contienen ácidos grasos (ácidos micólicos) de cadena larga (50 a 90 átomos de carbono) que les confieren la propiedad de resistir la decoloracíón con alcohol-ácido, después de la tinción con colorantes básicos. Por esto se denominan ácido-alcohol resistentes. Las micobacterias como Mycobacterium tuberculosis y M. marinum se caracterizan por sus propiedades de ácido-alcohol resistencia. La coloración clásica de Ziehl-Neelsen requiere calentamiento para que el colorante atraviese la pared bacteriana que contiene ceras. Al suspender el calentamiento y enfriar con agua, provoca una nueva solidificación de lo ácidos grasos de modo que el colorante ya no puede salir de las bacterias. Por otro lado, el calentamiento aumenta la energía cinética de las moléculas del colorante lo cual también facilita su entrada a las bacterias. Las bacterias que resisten la decoloración son de color rojo y las que no, se ven de color azul ya que se utiliza azul de metileno como tinción de contraste.

TOMA DE MUESTRA

Una buena muestra es aquella que proviene del sitio de la lesión, en cantidad suficiente, recolectada en un envase adecuado y conservada correctamente. Es responsabilidad del personal de enfermería o del personal del laboratorio, dependiendo de la organización del servicio, dar las indicaciones al paciente para la recolección de todas aquellas muestras de obtención espontánea. Estas indicaciones se refieren al momento en que debe tomarse la muestra, cómo debe obtenerse, qué volumen es el adecuado, en qué envase debe depositarse y cómo debe rotularse. En general, en el área de micobacterias no se considera el rechazo de las muestras, aún cuando éstas no sean de buena calidad (saliva) ya que aún en saliva es posible el hallazgo de positividad.

Motivo de rechazo es cuando la muestra se recibe: ƒ

• En envase sin rotular 
• Derramada
• Con evidencias de descomposición 

De acuerdo a las diversas localizaciones de la tuberculosis, el laboratorio 

puede recibir las siguientes muestras: 

LOCALIZACIÓN PULMONAR:

• Expectoración espontánea: considerada la muestra ideal por su buen rendimiento. En nuestro medio se recomienda tomar dos muestras para diagnóstico: una inmediata en el momento de la consulta y la otra matinal al día siguiente, solicitándose un mínimo de 2 ml por muestra. La toma de muestra debe realizarse en un espacio ventilado, en forma individual, para evitar contaminación con los aerosoles que se producen en el momento de toser. 

• Expectoración inducida: en pacientes que no pueden producir una muestra espontánea o en niños, se puede inducir la expectoración por maniobras kinésicas o por nebulización laríngea. 

La muestra de expectoración se conserva hasta un máximo de 5 días, en un lugar fresco protegido de la luz.

• Secreción broncoalveolar o lavado broncoalveolar: esta muestra se obtiene a través del procedimiento médico de fibrobroncoscopía; estas muestras, que tienen indicación de cultivo, deben procesarse precozmente, antes de las 12 horas. Los anestésicos empleados en la broncoscopía disminuyen la viabilidad del bacilo y pueden producir un retardo en el desarrollo o un cultivo falso negativo.

• Contenido gástrico: destinado preferentemente a la investigación de tuberculosis pulmonar en niños. La indicación es la extracción de contenido gástrico después de un ayuno de 12 horas. Es una muestra que no se recomienda usar en controles de tratamiento, ya que su rendimiento es prácticamente nulo. Debe procesarse para el cultivo en un plazo máximo de 12 horas para evitar el deterioro de la viabilidad por el pH ácido de esta muestra. 

Todas las muestras de localización pulmonar se conservan en refrigeración a 4ºC hasta su procesamiento.

LOCALIZACIÓN RENAL:

• Orina obtención en forma espontánea: En este caso se recomienda procesar 6 muestras matinales recolectadas en días sucesivos, después de un aseo genital prolijo, de segundo chorro y en un volumen no inferior a 50 ml.

• Orina obtenidas por procedimientos de cateterismo y post masaje prostático: Se recomienda que éstas se recolecten en envase estéril. 

Las muestras de origen renal deben ser procesadas antes de las 12 horas para evitar la contaminación por flora asociada y cambio de pH. Su conservación es a 4ºC hasta su procesamiento.

LOCALIZACIÓN GENITAL:

• Biopsia de endometrio, trompa, epidídimo u otro tejido: debe ser incluida en agua destilada o suero fisiológico estéril, en el mínimo volumen necesario para mantenerla hidratada. No debe usarse formalina.

• Sangre menstrual: no es una muestra recomendada para investigación de tuberculosis, ya que su rendimiento es bajo y su procesamiento es laborioso en el ajuste de pH. 

Se recomienda procesar estas muestras antes de las 12 horas de su obtención y conservarlas a 4ºC si es necesario. 

LOCALIZACIÓN PLEURAL:

• Líquido pleural: puede usarse un anticoagulante (por ejemplo EDTA) cantidad de muestra recomendada 20 ml ó más. 

• Biopsia pleural: su recolección es semejante a la de otros tejidos. Se sugiere procesar estas muestras antes de las 12 horas de su obtención y conservarlas a 4ºC si es necesario.

LOCALIZACIÓN MENÍNGEA:

• Líquido cefalorraquídeo: mantener las condiciones de asepsia de la toma  de muestra, procesarla ante de las 12 horas por su escaso contenido bacilar y mantenerla a 4ºC si es necesario.

LOCALIZACIÓN GANGLIONAR:

• Biopsia de ganglio: debe ser incluida en agua destilada o suero fisiológico estéril, en el mínimo volumen necesario para mantenerla hidratada. No debe usarse formalina. 

• Contenido ganglionar: estas muestras deben procesarse antes de las 12 horas por su escaso contenido bacilar y mantenerse a 4ºC si es necesario. 

LOCALIZACIÓN OSTEOARTICULAR:

• Tejido óseo: debe ser incluido en agua destilada o suero fisiológico estéril, en el mínimo volumen necesario para mantenerlo hidratado. No debe usarse formalina. 

• Líquido articular: cantidad recomendada sobre 2 ml. Estas muestras deben procesarse antes de las 12 horas por su escaso contenido bacilar y mantenerse a 4ºC si es necesario.

LOCALIZACIÓN INTESTINAL: 

El laboratorio no hace rutinariamente investigación de tuberculosis en deposiciones, la baciloscopía no es confiable, ya que la presencia de BAAR puede deberse a M. tuberculosis de procedencia pulmonar (por deglución de la expectoración) o a micobacterias no tuberculosas por la presencia de éstas en los alimentos. Además el cultivo se contamina en una alta proporción debido a la existencia de gran cantidad de flora asociada.

PRUEBAS BIOQUIMICAS

El número de estas pruebas ha llegado a ser amplísimo, lo que ha dado lugar a no pocos problemas de interpretación de las mismas. En 1992 se propusieron unos requisitos mínimos para la definición de especies de micobacterias de crecimiento lento. Entre estos requisitos se encuentra un número limitado de pruebas bioquímicas que, junto con pruebas genéticas y moleculares, permitirían la caracterización de las distintas especies de este grupo de micobacterias. Estas pruebas son: la catalasa semicuantitativa y termotolerancia de la misma, hidrólisis del Tween 80, ureasa, producción de niacina, reducción de nitratos, actividad fosfatasa ácida, actividad arilsulfatasa, actividad pirazinamidasa, actividad ±-esterasa, resistencia a la isoniacida, T-2-CH, hidroxilamina, ± cido p-nitrobenzoico, NaCl, tiacetazona, picrato y oleato, así como la capacidad de crecer a diversas temperaturas (tabla 5). Sin embargo, la descripción de nuevas especies cuyos perfiles fenotípicos se solapan con otras ya conocidas ha limitado notablemente la utilidad de estos esquemas como único medio de identificación de los aislamientos. Otros aspectos negativos de estas técnicas son la necesidad de un gran inóculo (cultivos muy crecidos) y la lentitud en la obtención de resultados, especialmente los negativos. Sin embargo la realización de pruebas bioquímicas no es un hecho obsoleto en el laboratorio de micobacteriología. De hecho, algunos esquemas más comúnmente basados en la biología molecular, como es el caso de las sondas comerciales o de amplificación genética, identifican algunas especies sólo a nivel de grupo o complejo, como es el caso del complejo M. tuberculosis. La aplicación de algunas pruebas bioquímicas relativamente sencillas permitiría, en este caso, conseguir la identificación de especie. Además, otras ventajas de las pruebas bioquímicas son la sencillez, economía y el no requerir un gran equipamiento.

En el caso de las micobacterias de crecimiento rápido, la variabilidad de los resultados dentro de una misma especie (o la falta de la misma entre distintas especies) hace inútiles muchas de estas pruebas para su caracterización fenotípica. Recientemente se ha propuesto un esquema de identificación fenotípica para las especies no pigmentadas de crecimiento rápido basado fundamentalmente en la capacidad de crecer en medios con determinados azúcares como única fuente de carbono (tabla 6). Sin embargo, este esquema no es válido para el amplio grupo de MNT de crecimiento rápido pigmentadas (sin implicaciones clínicas en patología humana, salvo casos anecdóticos), ya que la variabilidad de los resultados hace virtualmente imposible una caracterización fenotípica correcta, debiendo recurrirse a técnicas moleculares.

La identificación de las micobacterias mediante pruebas bioquímicas exige experiencia y el conocimiento de su fundamento. Además, debe tenerse en cuenta que la identificación no puede descansar sólo en una prueba, por muy específica que parezca (caso de la niacina y M. tuberculosis), sino en los resultados coherentes de un conjunto de ellas.

• Prueba de la niacina. Todas las micobacterias producen ácido nicotínico durante su crecimiento. M. tuberculosis y algunos aislados de M. africanum, M. simiae y M. chelonae no metabolizan el ácido nicotínico y por ello lo acumulan. La niacina es excretada al medio, sobre todo en medios con base de huevo, del cual puede ser extraída y detectada. Las tiras de papel comerciales están impregnadas con cloramina y tiocianato potásico acidificado, y liberan cloruro de cianógeno, el cual reacciona con PAS (ácido para-aminosalicílico) y produce un color amarillo en presencia de niacina. Si no esta ésta, no se produce color.

Una prueba de niacina positiva en un cultivo de micobacterias lentas no cromogénicas con colonias rugosas (en miga de pan) y de crecimiento lento,
aislado en una muestra clínica es prácticamente diagnóstico de M. tuberculosis. La intensidad de la reacción depende de la cantidad de crecimiento en el cultivo presente.

• Reducción de los nitratos. Las micobacterias difieren en su capacidad para reducir los nitratos a nitritos mediante la presencia de nitrato reductasa. Es muy útil para diferenciar las especies de micobacterias de crecimiento rápido, así como algunas de crecimiento lento (M. kansasii, M. tuberculosis, etc.). La prueba se basa en la capacidad de las aminas aromáticas para formar cloruro de dizalconio en presencia de nitrito sódico y ácido clorhídrico. El cloruro de dizalconio puede unirse al diclorhidrato de N-(1-naftil) etilendiamina para formar un derivado azoico que inicia la reacción.

• Prueba de la catalasa. La catalasa rompe el H₂O₂ en agua y oxígeno libre que aparece como burbujas. Todas las micobacterias, excepto algunos aislados de M. tuberculosis y de M. bovisresistentes a la isoniacida producen catalasa, sin embargo, las micobacterias varían en la cantidad de catalasa producida (principio de la catalasa semicuantitativa) y en la termoestabilidad de la enzima (la capacidad de ésta para seguir actuando tras ser sometida a altas temperaturas, principio de la catalasa a 68ºC).

• Prueba de la arilsulfatasa. La arilsulfatasa es una enzima capaz de hidrolizar el enlace entre sulfato y el anillo aromático en un compuesto tal como el disulfato potásico de fenolftaleína. La fenolftaleína libre puede entonces ser reconocida mediante la formación de color rojo cuando se añade un álcali. La mayoría de las micobacterias poseen este enzima, pero las condiciones de la prueba permiten distinguir entre diferentes especies. Es una prueba muy útil en la identificación de micobacterias no pigmentadas de crecimiento rápido.

• Hidrólisis del Tween 80. La capacidad de hidrolizar el Tween 80, liberando ácido oleico esterificado contenido en el mismo, permite distinguir entre diversas especies. Cuando se une al Tween 80, el rojo neutro se colorea de ámbar. La hidrólisis del Tween 80 libera el rojo neutro que vuelve a su color rojo original. Es útil en la caracterización de micobacterias de crecimiento lento.

• Reducción del telurito. La mayoría de las micobacterias pueden reducir el telurito potásico a telurio metálico, visible en los cultivos líquidos mediante un precipitado negro. Sin embargo, varía la velocidad con la que se produce. La mayoría de los aislamientos del complejo M. avium y de micobacterias de crecimiento rápido son capaces de reducir el telurito en 3 días, mientras que otras necesitan más tiempo. Esta prueba se utiliza para la identificación de los microorganismos del complejo M. avium.

CULTIVO

Los cultivos siguen siendo los métodos más sensibles para la detección de MTC en pacientes

que no están recibiendo tuberculostáticos. Pueden detectar entre 10 y 100 bacilos/ml de

esputo. A pesar del gran desarrollo y revolución que han supuesto, desde 1990, las técnicas moleculares, sobre todo las basadas en amplificación de ácidos nucleicos (AAN), ninguna de ellas, a fecha actual, ha conseguido en estudios clínicos ser tan sensible como los cultivos. Sin embargo, precisaremos de medios de cultivo específicos ya que con la inoculación directa de la muestra en los medios de cultivo habituales no crecen las micobacterias. El microbiólogo por tanto debe ser informado de si a una muestra respiratoria se le desea buscar una micobacteria o no.

La mayoría de las muestras respiratorias (excepto el líquido pleural obtenido por toracocentesis) contienen otros microorganismos que crecen rápidamente y que es preciso eliminar para que puedan desarrollarse las micobacterias. Para ello se realizan unos procedimientos de decontaminación de la muestra que a su vez la homogeneizan y la concentran (DHC). Estos procedimientos empleados para destruir las bacterias contaminantes deben preservar a las micobacterias, sin embargo, no es posible inactivar los contaminantes sin dañar a las micobacterias. Se acepta que el procedimiento es adecuado si se contaminan (y por tanto no son útiles para establecer el diagnóstico) un 5% de los cultivos realizados. Si el porcentaje de cultivos contaminados es inferior se asume que la decontaminación es excesiva y puede hacer que, si la cantidad de micobacterias presentes en la muestra es pequeña, éstas no sean viables y no crezcan en los cultivos. 

Todo el procesamiento, debe llevarse a cabo en cabinas de seguridad biológica y por personal bien entrenado. Deben extremarse las medidas y los controles para evitar tanto la contaminación del personal, como la de otras muestras que se procesan al mismo tiempo.

Existen diversos métodos descritos para decontaminar las muestras. Los más utilizados han sido los del laurilsulfato sódico (descrito por Tacquet y Tison) y el de la N-acetil-cisteína-hidróxido sódico (NALC-NaOH). En Europa se utilizaba más el del lauril y en USA el NALC-NaOH. El método del laurilsulfato sódico continúa manteniendo su actividad antibacteriana durante todo el periodo de incubación (y no sólo durante la inoculación) cuando se utilizan medios de cultivo líquidos o con base de agar, lo cual puede disminuir su rendimiento. Es muy buena opción cuando se utilizan medios en base de huevo ya que la lecitina inactiva la acción antibacteriana14. La incorporación rutinaria en los últimos 10 años de los medios líquidos ha hecho que la mayor parte de los laboratorios utilicemos el NALC-NaOH siguiendo las recomendaciones de los proveedores y de los CDC.

Estos métodos de DHC son muy laboriosos y tediosos para los trabajadores durando varias horas y en ellos hay una serie de variables que pueden incidir en que luego podamos recuperar o no el MTC. La concentración del decontaminante, el tiempo que está en contacto con la muestra, las revoluciones y la temperatura de la centrífuga son las más importantes.

Una vez que las muestras se han decontaminado y concentrado, se procede a la realización de las extensiones para tinción y a la inoculación de los medios de cultivo. Cada vez es mayor el número de laboratorios que además hacen técnicas de amplificación de ácidos nucleicos (AAN), bien sea de forma inmediata (en el mismo día) o diferida (1-3 veces por semana).

La incubación de los medios de cultivo se realiza a 35-37ºC que es la temperatura óptima para el desarrollo de la mayoría de las micobacterias, con excepción de las muestras de piel que deben incubarse además a 28ºC ya que muchas micobacterias que producen infecciones de la piel y tejido subcutáneo se aíslan a esta temperatura. Los cultivos se mantienen un mínimo de 7 semanas antes de descartarlos como negativos. 

Los medios de cultivo pueden ser líquidos o sólidos. Éstos a su vez se diferencian en que la base sea agar (las diferentes variantes del agar Middlebrook son las más utilizadas) o de huevo (el medio L-J y el medio Coletsos son los más utilizados).

La detección del crecimiento depende del tipo de medios empleados. Con los medios sólidos en base de huevo la detección se realiza mediante la observación macroscópica 1 vez por semana. Si utilizamos medios en base de agar habrá que visualizarlos con el microscopio (100 aumentos) 2-3 veces por semana

DIAGNOSTICO

La TBC activa se diagnostica por la detección de Mycobacterium tuberculosis en cualquier muestra del tracto respiratorio (TBC pulmonar) o fuera de él (TBC extrapulmonar). Aunque algunos métodos más modernos (diagnóstico molecular) han sido desarrollados, la visión microscópica de bacilos ácido-alcohol resistentes (BAAR) y el cultivo en medio Löwenstein-Jensen siguen siendo el gold standar del diagnóstico de la TBC, especialmente en países con bajos recursos sanitarios, aunque últimamente el método MODS viene siendo validado dando resultados con una sensibilidad y especificidad superiores al cultivo. La microsocopía de BAAR es rápida y barata y un método muy eficiente para detectar pacientes contagiosos. El uso de cultivo en la TBC se realiza cuando hay poca carga bacteriana (mayor sensibilidad), para la identificación de la cepa y para el estudio de sensibilidades a los distintos tratamientos.Tanto la microscopia como el cultivo pueden usarse para monitorizar el tratamiento.

TRATAMIENTO

El tratamiento de la tuberculosis se realiza con combinaciones de fármacos antituberculosos, haciendo eficaces las pautas de 10 meses de tratamiento, 6 en la primera fase de tratamiento y 4 meses en la segunda fase.

La tuberculosis es curable, pero es necesario un diagnóstico temprano (acudir inmediatamente al médico), ya que es una enfermedad grave si no se sigue el tratamiento adecuado.

ESTADISTICA DE TUBERCULOSIS EN TAMAULIPAS

En Tamaulipas, a la fecha se atienden a 780 personas enfermas de tuberculosis;la entidad ocupa el quinto lugar a nivel nacional. El mayor número de casos de esta enfermedad se concentra en Reynosa. Se han presentado unos 780 casos de este padecimiento en Tamaulipas, lo que indica que en menos de un mes se detectaron 50 nuevos pacientes, pues hasta el 24 de septiembre la cifra oficial de enfermos de tuberculosis era de 730 casos reportados en la Secretaría de Salud. Los 780 casos son una cifra que marca una incidencia de 29 pacientes por cada 100 mil habitantes. La incidencia más elevada se registra en la zona fronteriza del estado debido al constante movimiento migratorio; el 65 por ciento de la población afectada oscila entre los 15 y 45 años de edad. Tamaulipas ocupa el quinto lugar a nivel nacional en casos de tuberculosis, después de los estados de Baja California Norte, Guerrero, Chiapas y Sonora. De acuerdo a las estadísticas, se desprende que entre el 20 y el 25 por ciento de los enfermos con tuberculosis tiene diabetes mellitus, situación que se busca erradicar, y para ello se amplían las pesquisas entre estos grupos poblacionales. La tuberculosis es una enfermedad oportunista que “aprovecha” que las personas tienen las defensas bajas debido a varios factores, entre ellos adicciones, alcoholismo, la presencia de otros padecimientos como diabetes y VIH/Sida.“Es preocupante que las estadísticas nos revelan que uno de cada cuatro pacientes con tuberculosis tiene diabetes” 

Señaló que el seis por ciento de los pacientes con Sida registran tuberculosis debido a las bajas defensas que registran este grupo de enfermos. El municipio de Reynosa ocupa el primer lugar en incidencia de tuberculosis en Tamaulipas, con unos 300 casos detectados durante el presente año, cifra que representa un 38 por ciento por cada 100 mil habitantes. Reynosa es la ciudad que registra unos 350 casos en promedio de los mil 100 que se diagnostican en el estado anualmente.